Annexes

Sommaire

A1) Influence de la température, de la lumière, de l'alcalinité, de la salinité et du pH sur la photosynthèse de la spiruline

On peut admettre que la vitesse maximum de photosynthèse, dans un bassin bien agité, et dans les meilleures conditions de température, lumière, alcalinité, salinité et pH, est voisine de 1,8 g/heure/m² de bassin.

Cette vitesse peut d'ailleurs varier en fonction de la souche de spiruline et de la présence de catalyseurs.

Dans les programmes de simulation donnés dans Calcul.htm, on fait l'hypothèse que la fonction photosynthèse est directement proportionnelle à des fonctions de la température, de l'éclairement, de la salinité, du pH et du degré d'agitation :

Vitesse de photosynthèse = k x f(T) x f(klux) x f(salinité) x f(pH) x f(agitation)

Cette hypothèse n'a pas de vraie base scientifique, mais elle facilite les calculs et elle ne donne pas de si mauvais résultats. Voici quelques exemples de ces fonctions, qui sont largement inspirées de la thèse de Zarrouk (en tenant aussi compte de résultats expérimentaux) :

graphique influence de la température

Vitesse photosynthèse de la spiruline en fonction de l'éclairement d'après la thèse de Zarrouk, Fig. 3 BIBLIOGRAPHIE - Zarrouk

graphique éclairement

Vitesse de photosynthèse de la spiruline en fonction du pH d'après la thèse de Zarrouk, Fig. 20

graphique pH

Vitesse de photosynthèse de la spiruline en fonction de la température de la culture d'après la thèse de Zarrouk, Fig 19.

graphique température

Vitesse de photosynthèse de la spiruline en fonction de la salinité du milieu d'après la thèse de Zarrouk, Tableau IV

graphique salinité

Vitesse de photosynthèse en fonction de l'agitation (fonction plus ou moins imaginaire, dans laquelle intervient aussi le pH, valable pour systèmes d’agitation habituels jusqu’à la vitesse de 30 cm/s; il est possible qu’avec des systèmes perfectionnés l’on puisse majorer nettement la vitesse de photosynthèse, mais nous n’en avons pas encore l’expérience : au delà de 30 cm/s la fonction est prévue pour tenir compte de cet effet, mais sans aucune base expérimentale quantifiée)

A2) Mesure de la concentration en spirulines

Le "disque de Secchi" (instrument constitué d'une baguette de 30 cm de long, graduée en centimètres, portant à son extrémité inférieure un disque blanc) permet une mesure approximative, assez subjective, qui dépend du sujet, de l'éclairage, de l'angle, de la dimension du disque et de la turbidité du milieu de culture ("turbidité" = trouble + coloration) et pour une large part de la morphologie des filaments de spiruline, laquelle dépend en partie de la salinité du milieu. Les données ci-dessous ont été établies pour des salinités voisines de 12 g/litre.

Avant de mesurer, agiter pour homogénéiser, puis laisser décanter les boues quelques minutes. On note la profondeur, en centimètres, où il devient juste impossible de distinguer le disque.

Chacun devrait déterminer sa propre corrélation profondeur-concentration-turbidité, dans des conditions standard : filtrer un volume connu sur papier filtre (préalablement séché à l'étuve et pesé), presser délicatement et sécher à l'étuve, puis peser. Les deux tableaux ci-dessous ont été établis par l'auteur avec un disque blanc de 3 cm de diamètre sous un éclairage de 4000 lux (ombre pas trop sombre).

La turbidité est mesurée sur filtrat sans spiruline, avec un disque noir (cf A6.1.2 Turbidité).

SECCHI POUR SOUCHE SPIRALEE

SECCHI POUR SOUCHE ONDULEE

N.B.

1. Jacques Falquet, d'Antenna Technologie, a mis au point un "Secchi électronique" dont la réponse est indépendante de la lumière et de l'opérateur, mais pas des autres facteurs.
2. L'utilisation d'un instrument pour mesurer la concentration en spiruline devient en général inutile lorsque l'opérateur a acquis suffisamment d'expérience. Il sait juger la concentration d'après l'apparence de la culture.

A3) Mesure de la salinité du milieu de culture avec un densimètre

On admet que la présence de spirulines dans un milieu de culture ne modifie pas sa densité.

On utilise un densimètre pour densités supérieures à 1 (comme ceux vendus dans les boutiques d'aquariophilie ou pour mesurer la densité des urines). La lecture se fait au niveau inférieur du ménisque. Attendre que les microbulles d'air soient éliminées avant de faire la lecture.

La densité DT à la température T °C et la densité D20 à 20°C sont reliées par la formule:

La salinité SAL et D20 sont reliées par les formules approchées suivantes pour milieu de culture à base de sels de cendres ou de bicarbonate de sodium :

Un petit programme salinite.exe (cf CALCUL - notice) permet de calculer facilement la salinité à partir de la température du milieu et de sa densité mesurée à cette température. Il permet de faire la même opération sur des solutions de NaCl et de carbonate de sodium.

N.B. Il existe d'autres instruments, plus modernes, pour mesurer la salinité : le conductivimètre et le réfractomètre.

A4) Mesure du pH d'un milieu de culture

Seul un pHmètre de bonne qualité et bien étalonné permet de suivre l'évolution fine du pH d'une culture et de régler éventuellement la marche de la culture tout près du pH maximum autorisé de 11,2.

Le pH varie avec la température. Certains pH-mètres possèdent une correction automatique de température. Le pH mesuré à T°C doit être majoré de 0,00625 x (T - 25) pour obtenir la valeur à la température standard de 25°C.

Certains pH-mètres sont équipés d'une échelle en milliVolts plus robuste que l'échelle en pH. Elle permet de calculer le pH à partir de l'indication en mV par la formule théorique:

où K1 et K2 sont deux constantes dépendant de l'électrode (électrode de verre) qu'on détermine par étalonnage à partir de solutions étalons de pH. Cette formule peut s'écrire, pour T = 25°C:

où A est le pH pour 0 mV et B est la pente en mV/ unité de pH. Des valeurs usuelles sont par exemple A = 7 et B = 50. La valeur des mV mesurés ne dépend pratiquement pas de la température, ce qui est heureux car cela dispense de faire une correction de température: il suffit d'appliquer la formule à la température de référence.

Pour prolonger la durée de vie d'un pH-mètre, le conserver à l'abri de l'humidité. Pour prolonger la durée de vie de son électrode, maintenir l'extrêmité sensible de l'électrode dans une solution saturée de chlorure de potassium dans l'eau distillée, à température supérieure à 15°C, et la rincer soigneusement avant et après les mesures, à l'eau propre et si possible distillée. Si des moisissures s'installent dans la solution de KCl, mieux vaut la renouveler.

La fragilité, la durée de vie limitée des électrodes, et leur coût élevé, rendent difficile l'utilisation d'un pH-mètre professionnel dans beaucoup de situations. Un pH-mètre bon marché, type "stylo", réétalonné fréquemment, peut rendre service, mais sa durée de vie risque d'être courte. Les papiers pH ne sont pas assez précis.

Les solutions étalons de pH vendues dans le commerce sont coûteuses, mais il est possible de les économiser en utilisant les solutions étalons approximatifs suivants (conserver celles à pH moyens à l'abri de la lumière pour éviter que des algues s'y développent spontanément) dont les pH indiqués correspondent à 25°C:

N.B. Avec de l'expérience il est possible de se passer de pH-mètre pour conduire une culture de spiruline, surtout si l'on cultive sous ombrage ou avec addition de bicarbonate ou de sucre.

A5) Mesure de l'alcalinité (alcalimétrie)

On neutralise progressivement un échantillon du milieu de culture ou de l'eau de cendre à étudier par un acide fort de normalité connue (par exemple 100 ml d'acide chlorhydrique concentré + 900 ml d'eau déminéralisée donne de l'acide "N", c'est-à-dire à une molécule-gramme/litre) jusqu'à pH = 4. Soit V le volume d'échantillon et V' le volume d'acide N utilisé. L'alcalinité est égale à V'/V, moles/litre. N.B.: la chute du pH est très brusque en dessous de 4. Si le titre de l'acide n'est pas exactement N, corriger V' proportionnellement.

Exemple: alcalimétrie sur 200 ml d'eau de cendre partiellement carbonatée:

shema alcalinité

Sur ce graphique, à pH 4 on lit V' = 96 d'où alcalinité totale 96/200 = 0,48 N (soit 0,48 mole de base/litre). A pH 12 on lit V' = 33 d'où potasse libre 33/200 = 0,165 N.

A pH 8 on lit V' = 62 d'où carbonate de potasse = (62 - 33)/200 = 0,145 mole/l.
L'inflexion à pH 8 correspond à la transition carbonate/bicarbonate (ici il n'y avait pas de bicarbonate dans l'échantillon, celui qu'on dose provient de l'acidification du carbonate). Ce qu'on appelle couramment "alcalinité" ou "basicité" correspond à l'alcalinité totale mesurée à pH 4.

N.B. Si l'on n'a pas de ph-mètre, on peut utiliser un indicateur coloré virant autour de pH = 4, comme le méthylorange (10 gouttes de solution aqueuse à 1 % pour 100 ml d'échantillon à étudier) qui vire de l'orange au rouge, ou le papier au "rouge Congo".

Attention: L'acide chlorhydrique "concentré" vendu dans certains pays n'est qu'à 20% d'HCl.

A6) Tests de qualité faciles à réaliser

A6.1) Test sur cultures

A6.1.1) Test de filtrabilité

Pour caractériser la vitesse de filtration, un test standard a été établi. Mesurer 400 ml de culture à tester et la verser en 5 secondes dans un filtre à café garni d'un papier-filtre type "Grand Jury" N° 4 ou équivalent. Noter le volume filtré en une minute. Un volume supérieur à 250 ml correspond à une filtration facile. Ne pas négliger l'effet de la température ni de la nature du papier sur ce test. Il est recommandé d'établir sa propre échelle de valeurs avec le type de papier disponible. Il est intéressant de refaire le test sur le filtrat obtenu, ce qui donne une indication sur la part de résistance à la filtration due à la biomasse et celle due aux impuretés du milieu.

A6.1.2) Mesure de la turbidité du milieu de culture

Elle se fait à l'ombre sur le filtrat obtenu lors du test de filtration (A6.1.1), comme une mesure de concentration au disque de Secchi. Un disque de Secchi noir est préférable si la coloration est faible. Attendre que la mousse et les microbulles d'air soient éliminées avant de faire la lecture. Attention : les spirulines filtrant mal ont tendance à passer à travers le papier filtre, en rendant vert le filtrat ; dans ce cas il peut être préférable de refiltrer le filtrat sur papier double pour éliminer les spirulines avant de mesurer la turbidité vraie du milieu.

A6.1.3) Mesure de l'aptitude au lavage de la biomasse

Après le test de filtrabilité (§ A6.1.1), verser 400 ml d'eau douce dans le filtre en délayant la biomasse et noter le volume filtré en une minute. Si la biomasse est du type "lavable" (ses cellules n'éclatant pas au contact de l'eau douce) ce volume reste proche de celui du test de filtrabilité. Confirmer par un examen microscopique de la biomasse lavée.

A6.2) Tests sur spiruline

A6.2.1) Test de pH

Il est facile d'obtenir une idée de la qualité du lavage ou de l'essorage de la biomasse, soit en prenant le pH de la biomasse pressée (qui doit être entre 7 et 9), soit en mesurant le pH d'une suspension à 4 % de spiruline sèche dans l'eau. Lorsqu'une spiruline a été séchée à température assez haute (60 à 65°C) et qu'elle est réhydratée, ses cellules éclatent et le pH baisse, jusqu'à 5 parfois. Le pH obtenu est d'autant plus bas que la spiruline est bien essorée. Ce bas pH serait du à l'acidité interne des cellules et/ou à la fermentation commençante.

A6.2.2) Estimation des pigments

Dans le test de pH du § précédent les pigments sont libérés et il est possible de les voir et de juger de leur concentration. Le bleu est parfois lent à sortir (attendre 24 heures par sécurité, en agitant de temps en temps). Parfois il faut préalablement au test chauffer quelques minutes la poudre à 65 °C pour mieux faire éclater les cellules.

Pour apprécier la concentration en phycocyanine (pigment bleu), il suffit de mettre une goutte de solution décantée sur un papier buvard ou papier filtre bien plat et horizontal: on obtient un chromatogramme très net; la coloration et la surface de la tache bleue est une indication de la concentration en phycocyanine. Faire un test parallèle avec une spiruline de concentration connue en phycocyanine, avec la même concentration (4 % dans l'eau), et faire la comparaison des taches à partir de gouttes de même volume.

Pour apprécier la concentration en caroténoïdes (donc en béta-carotène), mélanger à la spiruline sèche en poudre deux fois son poids d'alcool à 90° ou d'acétone, agiter, couvrir et attendre 15 minutes: les caroténoïdes passent en solution, dont la couleur jaune brun plus ou moins forte est une mesure de la concentration. Utiliser le système de la tache sur papier filtre pour l'apprécier. Attention: la coloration de la tache est labile (oxydation).

A6.2.3) Test de couleur

La couleur verte de la spiruline de bonne qualité est facile à repérer. On peut avoir en stock des échantillons de référence pour comparaison. La nuance de vert dépend de la souche (la spiralée est moins foncée que l'ondulée) et du traitement (pressage., extrusion, centrifugation).

A6.2.4) Dosage colorimétrique simplifié de la phycocyanine

Une méthode plus précise pour mesurer la teneur en pigments est la colorimétrie. Partir de la même solution type "test de pH" qu'en Annexe 6.3. Soit C % la concentration de spiruline sèche mise à tremper dans l'eau autour de 4 %. Laisser décanter et prélever la solution bleue, la centrifuger si l'on dispose d'une centrifugeuse de laboratoire. Prélever la solution centrifugée ou bien décantée: environ 0,5 à 1 ml. Diluer ce prélèvement d'un facteur de 100 environ avec de l'eau. Soit DIL ce facteur de dilution, en volume. Mesurer au colorimètre ou spectrophotomètre (cuve à trajet optique 11 mm) la densité optique (DO) à 615 nanomètre (nm) de longueur d'onde, DO615, et à 652 nm, DO652. Calculer le % en poids de phycocyanine par la formule:

Une valeur correcte est: > 10 % de la spiruline sèche.

N.B. La DO est égale au logarithme (base 10) du rapport lumière incidente/lumière transmise ou du rapport 100 / (% de transmission) ou 100/ (100 - % d'absorption).

A6.2.5) Dosage colorimétrique simplifié des caroténoïdes

Ajouter 25 % d'acétone ou, à défaut, d'alcool à 90°, à une suspension type "test de pH" ci-dessus, et la maintenir 24 heures au réfrigérateur. Soit C la concentration en spiruline dans cette suspension. Décanter, et si possible centrifuger, et prélever P ml de la solution (environ 0,5 ml). Diluer à l'acétone ou à l'alcool. Soit DIL le facteur de dilution en volume. Mesurer la densité optique à 450 nm. Soit DO450 cette densité. La concentration en caroténoïdes dans la spiruline s'obtient par la formule:

Une valeur correcte est 2,5 mg/g. Le béta-carotène représente environ la moitié des caroténoïdes.

N.B. La DO est égale au logarithme (base 10) du rapport lumière incidente/lumière transmise ou du rapport 100 / (% de transmission) ou 100/(100 - % d'absorption).

A6.2.6) Dosage de l'humidité dans la spiruline sèche (% d'eau)

Mettre la spiruline à tester (environ 200 g, inutile de peser) dans un récipient genre "Tupperware" (deux litres maximum), étanche et suffisamment transparent pour pouvoir lire l'hygromètre digital placé (scotché) à l'intérieur. Suivre l'évolution du % d'humidité relative (% HR) de l'air dans le récipient jusqu'à l'équilibre (environ 2 heures) : si ce % est inférieur à 45, la spiruline est conforme à la norme (<9 % d'eau). Pour que la mesure soit exacte il faut que l'ensemble de mesure soit en équilibre non seulement d'humidité mais de température autour de 25°C.

Dans le domaine qui nous intéresse (%HR entre 10 et 60), le % d'eau dans la spiruline est égal à 1 + (%HR)/6 d'après nos mesures et d'après BIBLIOGRAPHIE.htm - Lembi.

A7.1) Absorption du gaz carbonique atmosphérique par le milieu de culture

Nous avons mesuré la vitesse d'absorption du CO2 de l'air en suivant la décroissance du pH du milieu de culture sans spiruline, avec agitation faible et intermittente. Connaissant la surface exposée à l'air, la concentration en alcali, le volume par m² et la correspondance entre pH et C = rapport molaire CO2/base (cf Annexe A11 ), il est facile d'en déduire la vitesse d'absorption du CO2 en fonction du pH. On trouve des valeurs croissantes de 0 pour le pH correspondant à l'équilibre avec l'air (vers pH 9,8), à l'équivalent d'environ 4,5 g de spiruline/jour/m² vers pH 11.

La théorie dit que la vitesse d'absorption est proportionnelle au coefficient d'absorption et à la différence des pressions de vapeur de CO2 dans l'air et sur le liquide. La pression de vapeur du CO2 sur une solution de carbonate/bicarbonate de sodium est donnée dans la littérature. Kohl et Riesenfield (1960) donnent dans "Gas Purification" BIBLIOGRAPHIE.htm - kohl à la page 117, une formule ayant comme variables la température, la basicité et le rapport c (moles de CO2/mole de base), en mmHg:

L'absorption du CO2, exprimé en g de spiruline/jour/m² (en admettant 1,8 kg de CO2 par kg de spiruline) se calcule alors par la formule:

où:

La valeur de ka moyenne résultant des mesures d'absorption directes et indirectes (productivités des bassins de spiruline alimentés en carbone uniquement à partir de l'air) se situe autour de 23. Nos mesures directes effectuées en 1991 en bassines donnaient ka = 25. En août 1999 un bassin de 6 m² a été rempli de 1000 litres de milieu de culture à base de soude N/10 et agité comme une culture normale. Son pH est tombé de 12,44 à 10,68 en 16 jours, ce qui correspond à ka = 24. Donc ka = 20 donne une marge de sécurité importante.

A7.2) Analyse du CO2 dans l'air

La formule ci-dessus (§ A7-1) donnant pCO2 permet de mesurer la teneur de l'air en CO2 avec un matériel très simple, alors qu'un analyseur à infrarouge coûte 4000 U.S.$. Il suffit de faire barboter un petit débit d'air (mini compresseur d'aquarium) à travers un diffuseur au fond d'une éprouvette contenant une solution de bicarbonate de sodium à 8,4 g/l (basicité 0,1 N), et de mesurer le pH à l'équilibre. Le résultat dépend de la température de la solution. Cette méthode est évidemment inadaptée aux changements brusques de teneur de l'air en CO2, à cause de l'inertie de la solution. Pour diminuer cette inertie on a intérêt a réduire le volume de solution et à diviser finement le gaz barbottant.

Pour des mesures à long terme, conserver l'éprouvette à l'abri de la lumière pour éviter son verdissement et ajouter de l'eau distillée pour maintenir le niveau s'il y a évaporation (si la température de la solution est inférieure à la température de rosée de l'air analysé, la solution se diluera progressivement : dans ce cas il faut rajouter du bicarbonate pour maintenir sa basicité à 0,1 N).

Un petit programme gazcarb.exe (cf CALCUL - notice) permet de calculer très facilement la teneur de l'air en CO2 (en vpm = volumes par millions) en fonction de la température et du pH de la solution à l'équilibre. Le programme fournit un tableau pH/vpm pour chaque température désirée.

A7.3) pH d’un milieu de culture en équilibre avec l’atmosphère

Il est facile de calculer ce pH en combinant les deux équations données au § A7-1 (absorption). Pour faciliter ce calcul le petit programme Phequil.exe (cf CALCUL.htm - notice) été écrit.

A8) Interaction Photosynthèse/Absorption de CO2

Ce graphique présente des exemples de variation de la vitesse d'absorption du CO2 de l'air

graphique variations vitesse absorbtion

en fonction de la teneur de l'air en CO2 et du pH du milieu de culture, calculée d'après la formule donnée en Annexe A7 (formuleCO2), et exprimée en équivalant spiruline à raison de 1,8 g/g de spiruline, pour les conditions suivantes : altitude = 0, température = 30°C, ka = 18 et basicité = 0,1 N. On voit qu'il y a peu à gagner à travailler à pH > 10,3. Sur ce même graphique ont été reportées des exemples de variation de la vitesse de photosynthèse, exprimée dans la même unité que l'absorption du CO2 (en productivité de spiruline), en fonction du pH, pour une luminosité données, en l'absence d'autres facteurs limitant. Ces exemples ne sont donnés qu'à titre illustratifs sans valeur précise des paramètres autres que le pH, simplement pour faire saisir le mécanisme de l'interaction. photosynthèse/absorptoion du CO2.

Si l'on suit une de ces courbes de vitesse de photosynthèse en partant du pH minimum, on voit que cette vitesse diminue au delà de pH 10. Simultanément la vitesse d'absorption du CO2 croit et il vient un moment où les deux vitesses sont égales (les deux courbes se croisent): à partir de là, le pH ne peut plus continuer à croître; ce point d'équilibre correspond à la vitesse de photosynthèse sous une atmosphère ayant la teneur en CO2 indiquée. Le pH à l'équilibre correspondant est d'autant plus haut que les conditions de photosynthèse (lumière, agitation) sont meilleures et que la teneur en CO2 de l'air est plus basse.

A9) Productivité en fonction de l'ombrage calculée par Modèle de simulation

"SPIRULIN", avec taux de purge 1 % et avec ajout de 18 g CO2/jour/m² :

On voit la faible influence du taux d'ombrage jusque vers 50 %.

A10) Consommation d'eau en fonction de l'ombrage calculée par Modèle de simulation

"SPIRULIN", avec taux de purge 1 % et avec ajout de 18 g CO2/jour/m² :

Il existe un minimum de consommation d'eau vers 65 % d'ombrage.

A11) Correspondance entre pH et rapport molaire C = CO2/base (soude ou potasse)

Cette relation est d'une grande importance pour de nombreux calculs intéressant la culture de spiruline. Elle a été établie expérimentalement dans la gamme usuelle d'alcalinité (autour de 0,1). Elle dépend faiblement de la valeur de l'alcalinité.

Un petit programme de calcul reproduit cette relation : Phexc.exe (cf CALCUL- notice).

A12) Mélanges de carbonate et bicarbonate (de sodium)

a) Pour obtenir une solution aqueuse ayant les caractéristiques suivantes : rapport molaire CO2/base forte = C et basicité b moles/litre, on peut dissoudre les produits suivants dans un litre d'eau :

En mariant cette relation avec celle de l'Annexe A11 on peut calculer les mélanges carbonate + bicarbonate donnant un pH désiré pour un basicité donnée.

b) Pour passer d'une solution caractérisée par Ci et b à une solution caractérisée par Cf et b, on peut ajouter à un litre de la première (Cf - Ci) / (1 - Cf) = E, litre d'eau + 84 x E x b, grammes de bicarbonate de sodium.

Mise en garde : le carbonate acheté peut être un mélange de carbonate et bicarbonate (soit par bicarbonatation naturelle du carbonate stocké dans certaines conditions, soit parce qu'il s'agit de natron ou trona) ; avant d'utiliser du carbonate vérifier sa teneur en bicarbonate en prenant le pH d'une solution à 5 g/l.

A13) Neutralisation de l'eau de cendre par le bicarbonate de soude

L'extrait aqueux de cendres de bonne qualité présente généralement un très haut pH lorsqu'il vient d'être fait, jusqu'à 13. Avant de l'utiliser comme base de milieu de culture il faut attendre longtemps (par exemple 15 jours) pour que son pH baisse suffisamment par absorption de CO2 de l'air.

Un artifice pour rendre de tels extraits utilisables instantanément est d'y dissoudre du CO2 pur ou du bicarbonate de soude. La quantité de bicarbonate ("bicarb") à ajouter pour abaisser le pH à 10,5 peut être calculée par l'une ou l'autre des formules suivantes:

formules où:

N.B. La salinité alcaline S peut se calculer approximativement à partir de la salinité totale déterminée par la densité (en général la salinité alcaline représente les 2/3 de la salinité totale), mais il est plus précis de la déterminer par alcalimétrie à partir de C et b.

Exemple: Une eau de cendres a une densité de 1,013 et un pH de 12,45 à 25°C, soit une salinité totale de 18 g/l et C = 0,4; l'alcalimétrie donne b = 0,2 soit une salinité alcaline S = 13,3; bicarbonate à ajouter = 5,6 g/l.

Application aux solutions de soude caustique :

L'obtention de milieux de culture à base de soude caustique peut être considérée comme un cas particulier de la neutralisation de l'eau de cendre (laquelle est une solution de potasse caustique). Ce cas peut être utile lorsque le carbonate est plus rare que la soude, pour obtenir des milieux à pH moyen. Exemples de mélanges de soude et de bicarbonate de soude pour b = 0,1 moles/litre:

N.B. L'utilisation de soude caustique est sujette à restriction (cf Annexe A16.1, N.B.).

A14) Composition de divers produits

(N.B.: ppm = mg/litre ou mg/kg)

Sel de mer brut (non raffiné) Analyse du sel de La Salorge de Guérande:

Phosphore: pratiquement 0; potassium: 1 à 2 g/kg; soufre: 3 à 7 g/kg; magnésium: 4 à 8 g/kg; calcium: 1 à 2 g/kg; cuivre: 2,5 ppm; zinc 0,5 à 2 ppm; manganèse: 4 à 8 ppm; fer 30 à 100 ppm.

Cendre de bois

Dumon donne la composition suivante de la cendre en g/kg: Phosphore: 43; soufre: 8; potassium 219; magnésium: 90; calcium 236; manganèse: 50; fer: 14. Teneur en solubles très variable (de 1 à 25 %).

Analyse moyenne de sels solubles extraits de cendres, vendus sur les marchés burkinabés : mélange de carbonate et bicarbonate de potassium (à 15 % en poids de bicarbonate) avec 10 % de sulfate dipotassique, 0,1 % de phosphate et de calcium et des traces de magnésium.

La solubilité du magnésium et du calcium contenus dans la cendre dépend beaucoup du pH: presque nulle à pH 13, elle est notable à pH 10 (environ 100 ppm de magnésium dans l'eau de cendre, qui est par ailleurs très riche en soufre: 1500 ppm).

D'après http://www.woodash.net/chart.html : range in elemental composition

La cendre de bois a une composition très variable en fonction des essences mais aussi de la température de combustion, le potassium et le bore étant volatils au-dessus de 1000°C, d'après "Wood ash composition as a function of furnace temperature", Mahendra K. Misra et al. in Biomass and Bioenergy Vol.4, N°2, pp 103-116 (1993), Pergamon Press (http://www.fpl.fs.fed.us/documnts/pdf1993/misra93a.pdf). Cet article donne (page 111) les compositions élémentaires suivantes pour des cendres obtenues à 600°C, en g/kg de cendres:

Eaux

Les eaux de rivière ont en moyenne les teneurs typiques suivantes (en ppm): fer = 0,1; calcium = 40; magnésium = 14; soufre = 6. L'appoint d'eau au bassin apporte alors généralement assez de magnésium et de soufre.

L'eau du puits de la Cté du Pain de Vie à Arequipa, Pérou a les teneurs suivantes (en ppm): calcium = 72; magnésium = 16; soufre = 50; potassium et phosphore = négligeables. Si l'évaporation est de 2,4 mm/jour, l'appoint d'eau apporte le soufre et le magnésium, et bien sûr le calcium, pour 20 g de spiruline/jour/m².

L'eau du puits du Foyer de Charité de Bangui (RCA) ne contient pratiquement ni calcium ni magnésium ni fer. Il en est de même de l'eau de la ville de Linares, Chili.

L'eau du puits de l'Ecole d'Agriculture de Catemu, Chili, contient 96 ppm de calcium, 34 de magnésium et 130 de soufre.

Analyse de l'eau d'un lac à spirulines près de Tuléar (Madagascar) : sel = 35 g/l; bicarbonate + carbonates de sodium (pH 10) = 16 g/l; soufre (des sulfates) = 0,5 g/l; fer = 0,44 ppm; calcium = 6,5 ppm; magnésium = 80 ppm; phosphore = 3,6 ppm; azote = 0,3 ppm (dont 0,2 ammoniacal).

Eau du Gardon de Mialet : 22 ppm de calcium et 2,4 ppm de magnésium

Eau de mer (ppm): fer: 0,002 à 0,02 ; calcium: 400; magnésium: 1272; phosphore: 0,001 à 0,01; soufre: 900; bicarbonate <150.

Urine humaine

Elle contient : Azote = 7 à 12 g/l; phosphore = 0,5 à 0,7 g/l; potassium = 2 à 3 g/l; soufre = 0,8 à 1,2 g/l; sel (chlorure de sodium) = 12 g/l; calcium = 0,13 g/l; magnésium = 0,1 g/l; fer = 0,3 mg/l; sucres = 0,15 g/l. Sa "production" est d'environ un litre par jour par personne.

Nitrate du Chili (Salitre potásico)

Ce produit naturel correspond à 2 NaNO3.KNO3; il contient 15 % d'azote, 18,4% de sodium, 11,6% de potassium, 1% de soufre (sous forme de sulfates), ainsi que: 0,12% de calcium, 0,14% de magnésium et de nombreux oligo-éléments (tous les micronutrients nécessaires pour la spiruline). Il est coloré en rose. A ne pas confondre avec le KNO3 (blanc) pur, extrait du salitre, donc également "naturel".

Sang : Azote: 350 mg/l; phosphore: 30 à 70 mg/l; fer: 9 g/l

A15) Matériel de laboratoire utile (voir A.htm - A29)

A16.1) Produits chimiques

Produits chimiques utiles pour la spiruline

(Les % indiqués sont les % en poids sur produit pur sauf indication contraire; pm = poids molaire)

OXYDES (dans les engrais)

(pm = poids molaire)

Principaux IONS utiles pour la spiruline

(= poids d'un ion-g)

Principaux cristaux peu solubles pouvant précipiter dans les boues de spiruline

A16.3) Masse atomiques des éléments intéressant la spiruline Liste des noms, des symboles et des masses atomiques (arrondies) des éléments :

A16.4) Masses moléculaires des principaux oxydes et ions intéressant la spiruline

A17) Normes de la spiruline en France

(Selon Arrêté du 21/12/1979)
Par rapport au poids sec, en ppm (mg/kg) :

Tant pour le produit frais que le sec :

N.B. Exemples de limites supérieures de pH pour la croissance de microorganismes des aliments (en présence de spirulines vivantes des valeurs différentes pourraient être obtenues) :

A18) Limites de concentrations dans le milieu de culture

Tous les chiffres expriment des mg/litre (ou ppm). Ceux donnés entre parenthèses sont ceux du milieu de culture de base de Zarrouk dans sa thèse (BIBLIOGRAPHIE.htm - zarrouk, page 4). Les maxi comportent en général une marge de sécurité :

Notes

1. La mesure de la concentration en « ammonium » par colorimétrie avec le réactif de Nessler donne en réalité la somme ion ammonium nH4 + ammoniac libre NH3. Il est convenu qu’ammonium exprime ici la somme des deux.

Les doses minimum ne s'appliquent que s'il n'y a pas d'autre source d'azote. Les maxima pour ammonium et urée ne sont pas indépendants puisque l'urée s'hydrolyse en ammonium ; c'est l'ammonium total potentiel qui compte, ou plus précisément l'ammoniac libre. Il y a équilibre entre ammoniaque (NH4OH) et ammoniac (NH3) dans l'eau, l'ammoniaque se dissociant elle-même en ions ammonium (NH4) et hydroxyle (OH) : cet équilibre dépend du pH et de la température. L'odeur d'ammoniac est perceptible dès 20 ppm de NH4 + NH3 à pH 10 et 20 °C. Plus le pH est haut, plus il y a d'ammoniac libre à l'équilibre selon le tableau suivant (à 25°C) :

On pense que c'est l'ammoniac libre NH3 qui est toxique plutôt que l'ion ammonium NH4, ce qui expliquerait que des doses d’ammonium + ammoniac très supérieures à 30 ppm puissent ne pas être toxiques à bas pH. La souche ondulée (Paracas) résiste à 75 ppm de NH3 à pH 10,5 à 20 °C, du moins pendant un ou deux jours.

La vitesse d'hydrolyse de l'urée dépend elle-même du pH et de la température. Il nous est arrivé, en pleine saison de production, de mettre par erreur 350 ppm d'urée sans que la culture meure (hydrolyse lente ?, bas pH ?, évaporation rapide de NH3 ?, souche très résistante ?).

2. Il y a réduction possible du nitrate en ammoniac selon la réaction globale:

Notons en passant que la réduction du nitrate donne une augmentation de la basicité, quel que soit l'agent réducteur. Cette équation signifie qu'un kilo de sucre risque d'être équivalant à 500 g d'urée en tant que production potentielle d'ammoniac. C'est donc la somme urée plus sucre qu'il faut considérer pour calculer la limite de toxicité, soit la règle pratique: "dose quotidienne d'urée + (dose quotidienne de sucre) / 2 <50 - 1,7 x (concentration du milieu de culture en ammonium), où doses et concentration sont exprimées en mg/l (en l'absence de sucre ou de nitrates, inutile de tenir compte du sucre dans cette formule).

On a constaté des cas de réduction brusque de nitrates en l’absence de saccharose : l ‘agent réducteur serait dans ce cas l’exopolysaccharide. Ceci conduit à se méfier des teneurs en nitrates supérieures à 200 ppm qui sont pourtant très fréquentes.

**D'après la thèse de J.F.Cornet BIBLIOGRAPHIE.htm - Cornet : 0,7 ppm de phosphore et 3 ppm de soufre suffisent. Il est probable que 0,05 ppm de phosphore soit encore suffisant (cas de l'eau de mer). Mais il n'est pas recommandé de travailler à moins de 5 mg de PO4/litre, et, pour permettre une bonne productivité, il faut assurer plus de 20 mg/litre.

*** Le phosphate mixte de magnésium et d'ammonium et le phosphate de magnésium, très peu solubles, forment facilement des cristaux dans le milieu de culture si leur produit de solubilité est dépassé. Il y a une relation entre le phosphate, le magnésium et l'ammonium, qu'on peut calculer par phos.exe (cf CALCUL.htm - notice).

****A pH élevé (> 10,5) la solubilité du calcium diminue par précipitation de calcaire.

Les limites sont souvent soit inconnues ou mal définies. Par exemple le cuivre à la dose utilisée par Zarrouk devrait être toxique. Il se peut que les limites dépendent des conditions de culture.

A.19) Composition élémentaire de la spiruline :

*ou 12 quand la spiruline est produite dans des conditions où peu d'EPS se forme (d'après Thèse de J.F.Cornet BIBLIOGRAPHIE.htm - Cornet, page 166).

**très variable: un ouvrage récent donne une teneur en calcium de 7 g/kg (BIBLIOGRAPHIE.htm - Vonshak1997, page 149) et il est possible d’atteindre 14g/kg.

***peut être augmenté jusqu'à 1g/kg si souhaité.

La composition en produits nutritionnels est donnée en Annexe A20. On notera certaines différences importantes avec le tableau ci-dessus, notamment sur le calcium, le sodium et le fer; la composition de la spiruline est sujette à variations en fonction des conditions de culture. Ainsi Cornet (BIBLIOGRAPHIE.htm - Cornet, page 125) indique pour la spiruline produite à faible flux lumineux (5 à 20 W/m²), en g/kg:

A20) COMPOSITION APPROXIMATIVE DE LA SPIRULINE EN ELEMENTS NUTRITIONNELS

Contenu énergétique = 5000 calories ou 20,9 kJ/ gramme sec.
D'après notices Flamant Vert :

VITAMINES

ACIDES AMINES

PIGMENTS

ACIDES GRAS ESSENTIELS

ENZYME

MINERAUX

A21) Eléments de prix de revient

(Prix en France TVA 20,6 % incluse et au détail sauf indication contraire)

(Ces prix sont exprimés en U.S. $ sur la base de 1 Euro/U.S $ et correspondent à 1999 )

(Les indications de fournisseurs n'ont aucun caractère d'exclusivité ni de publicité)

Argile pure

(densité 2,2 kg/l) = 0,5 $/kg

Films

Fournisseurs de films et bâches : Celloplast, Route du Préaux, F53340-Ballée, Tél 43984602 ou revendeurs (Mr Bricolage, Coopératives agricoles)

Géotextiles

Fournisseurs : Matériaux pour le batiment

Couverture des bassins

Tôles

Bois (sapin brut non traité)

Piquets

Tubes

Vis galvanisées

Parpaings

Sable

Filets d'ombrage

Fournisseurs : Celloplast, Route du Préaux, F53340-Ballée, Tél 43984602 ou revendeurs (Mr Bricolage, Coopératives agricoles)

Lampes horticoles

(système complet avec ballast et réflecteur, ampoule Philips Son-T Agro garantie 10.000 heures, 13 W/klux/m2)

Isolants

Supports de toiles de filtre

Filtres

Fournisseur de toiles de filtration (30 µ) : Nom du fournisseur : SEFAR FYLTIS Adresse : BP 3175 Lyon Cedex 03, France tel 33 4 72 13 14 15 fax 33 4 04 72 13 14 00 Compte chèque postal : N° 7878 45 Y, Centre Lille Référence de la toile 30 µ : Référence article : 72556AC Désignation : Largeur 1420 mm, longueur 4 mètres, 07-30 /21 / PETEX Prix (le 21/01/2000) : 362 FF le mètre, plus 20,6 % de TVA (sauf pour l'export) + environ 4 % pour (assurance + transport + emballage).

Aspirateurs

Pompes

Fournisseurs (pompes d'aquarium Maxi-Jet) : Aquarium Systems 43 rue Gambetta, F57400-Sarrebourg, Tél 0387031098 ou magasins d'aquariophilie

Pressoirs

Fournisseur : Etablissements J. Perraud, 7 route Nationale, F42470- Saint-Symphorien-de-Lay, Tel 0477647879

Robinets

Compteurs d'eau

Compresseurs d'air

Programmateurs

Photovoltaïque

Motoréducteurs

Extrudeuses (Pistolets à extruder pour silicone en poches)

Fournisseurs (Pistolets Sika) : Sika, 101 rue de Tolbiac, F75654-Paris cedex13, Tel 0153797900 ou revendeurs (produits pour le batiment)

Séchoirs

Fournisseurs : A. & J. Stoeckli, CH-8754- Netstal GL ou revendeurs (en Suisse)

Broyeurs

Emballages

Fournisseur : Bernhardt, BP 69, F62201-Boulogne/Mer, Tel 0321315091

Produits chimiques

Matériel de laboratoire

Analyses, $/unité

Ensembles

Spiruline sèche (Prix de vente)

Frêt

A22) Planche pour comparer les spirulines a d'autres algues :

Comparer spiruline

A23) Spiruline vue au microscope

Spiruline microspcope

Le poids sec d'un filament moyen de spiruline est d'environ 3µg.

Le sens d'enroulement des spires des spirulines spiralées est le plus souvent le sens inverse des aiguilles d'une montre si on regarde par dessus la spirale en descendant, mais pas toujours. Cela dépend des souches mais non de l'hémisphère Nord ou Sud. Et à l'intérieur d'une même souche (Lonar par exemple) on peut trouver des trichomes spiralés dans les deux sens se côtoyant.

A24) Pour ceux qui ont de l'électricité:

A24.1) Agitation par roue a aubes

roue a aube

Les bassins agités par roue à aubes sont plus longs que larges, avec extrêmités arrondies et une cloison centrale et de préférence des déflecteurs aux changements de direction dans les angles. La roue à aube est installée sur un des côtés ou à une extrémité, entre bord et cloison centrale. L'axe de rotation repose sur deux roulements à billes fixés sur des supports solides, généralement bétonnés. Au droit de la roue la largeur du canal peut être rétrécie sans inconvénient; au contraire cela permet de renforcer les supports et de raccourcir la roue donc de la rendre plus solide.

La roue comprend par exemple 4 ou 6 pales ou ailettes solidement maintenues sur des disques solidaires de l'axe et de diamètre voisin de 80 cm. La hauteur des pales est de l'ordre de 20 cm. Pour minimiser les dégâts causés aux spirulines, il est bon d'arrondir le bord d'attaque des pales. La construction de la roue à aubes doit se faire de préférence en plastique (PVC rigide d'épaisseur 4 mmm ou plus) ou en bois car presque tous les métaux sont corrodés à la longue. Le contreplaqué de qualité résistant à l'eau bouillante convient et il est pratique. L'acier galvanisé et certains inox (304) résistent en général. L'axe est généralement métallique, mais il faut prévoir son remplacement ainsi que celui des roulements à billes qui le supportent et qui risquent fort d'être corrodés. Un moto-réducteur électrique entraîne l'axe à une vitesse de 20 tours par minute environ. Sa puissance utile doit être de l'ordre de 1 Watt/m2 de bassin ou plus ; sous serre, prévoir une arrivée d'air extérieur sur le ventilateur du moteur. Un variateur de vitesse est commode mais onéreux. Une transmission par courroie est recommandée. Pour les petits bassins, la roue à aubes peut être montée directement sur l'axe du moto réducteur. Elle peut ne comporter que deux pales, ce qui a pour effet de provoquer une houle artificielle se propageant jusqu'à l'extrémité du bassin et contribuant à l'agitation. Il est utile de protéger le fond du bassin, s'il est en film plastique, au droit des pales: par exemple par des plaques inox ou ciment (on peut couler du ciment sur place). La distance entre le bas des pales et le fond du bassin ou ces plaques doit être faible, mais suffisante pour ne pas risquer de toucher le fond ni d'endommager les spirulines (5 cm paraît correct).

On admet que la vitesse de circulation de la culture doit être de 20 cm/seconde pour obtenir une bonne agitation; théoriquement le régime turbulent est atteint dès que cette vitesse dépasse 10/z (z = profondeur en cm) si la concentration en spiruline est inférieure à 3 g/l. Pour réduire les irrégularités de débits et l'accumulation des boues en certains endroits, on installe des déflecteurs ou des contre-pales créant des remous :

Il y a un débat concernant le meilleur sens de rotation du liquide dans le bassin : pour certains le meilleur serait le sens contraire aux aiguilles d'une montre. Pour d'autres le sens des aiguilles d'une montre serait tabou. En ce qui nous concerne, nous n'avons aucune recommandation spéciale.

A24.2) Filtration sous vide

L'utilisation d'un vide modéré (un aspirateur donnant un vide de 15 kPa - soit 1,5 m de colonne d'eau - suffit) permet d'accélérer la vitesse de filtration. On utilise pour cela une toile reposant sur un support rigide (grille), posé sur un réservoir étanche résistant au vide. Ce réservoir est relié à l'aspirateur. La culture à filtrer est pompée dans le bassin à travers une crépine servant de tamis ou envoyée sur la toile de filtration à travers un tamis. Une pompe vide-cave de type "à vortex" est recommandée pour ne pas casser trop de spirulines. Une pompe type vide-cave, à commande automatique par flotteur et munie sur son refoulement d'un clapet de non-retour bien étanche, assure le maintien automatique du niveau de filtrat dans le réservoir sous vide.

En cours de filtration on décolmate au besoin la toile avec une raclette caoutchouc. On arrête l'arrivée de liquide et on attend que la biomasse soit suffisamment pauvre en eau, puis on récupère la biomasse à la raclette. La vitesse de filtration dépend bien entendu de la qualité de la culture et de la fréquence des décolmatages, mais elle peut se situer autour de 8 kg de spiruline sèche/heure/m2 de filtre.

A24.3) Filtration sous pression

La culture pompée à travers un tamis peut être envoyée dans un sac en forme de manche fermé par une pince, flottant dans le bassin. Si le sac est vertical et hors de la culture, de petit diamètre (< 6 cm) et de grande longueur (> un mètre), la filtration peut se faire par gravité avec une bonne efficacité.

A24.4) Filtration continue

Divers dispositifs existent (tamis vibrants, tambours rotatifs), mais sont plus adaptés aux conditions industrielles qu'artisanales.

A24.5) Essorage par le vide (pour remplacer le pressage)

Il s'agit d'une variante du § A24.2. Si la biomasse est laissée sur le filtre sous vide suffisamment longtemps (par exemple 10 minutes pour une épaisseur de 5 mm), l'eau interstitielle s'élimine comme dans le cas d'un pressage. Par rapport au pressage, ce système permet le lavage éventuel de la biomasse (opération que nous estimons inutile, voire nuisible selon les cas, cf § 8.2 RECOLTE - lavage).

On peut aussi n'utiliser le filtre à vide que pour l'essorage; dans ce cas le volume de liquide est suffisamment faible pour qu'on puisse se passer de la pompe vide-cave dans le réservoir.

Un bon essorage peut exiger un vide plus fort que la simple filtration.

A24.6) Essorage par essoreuse (pour remplacer le pressage)

L'essorage de la biomasse sortant du filtre peut aussi se faire dans une essoreuse à panier (à axe vertical) munie d'une toile de filtre et tournant à vitesse suffisamment modérée pour ne pas casser la spiruline. Ce système permet aussi le lavage de la biomasse. Nous ne le considérons pas à la portée d'un artisan.

A24.7) Essorage par gaz comprime (pour remplacer le pressage)

C'est une variante du § A25.5 où le vide est remplacé par une pression de gaz pouvant aller jusqu'à 5 bars sans risquer de casser la spiruline si la biomasse est de qualité correcte.

A25) Hivernage

Dans les zones à hivers froids, les récoltes peuvent se poursuivre tant que la température maximum ne descend pas en dessous de 15°C. Ensuite, lorsque la température des bassins est inférieure à 10°C, il arrive que la spiruline décante au fond et jaunisse. Il faut éviter d'aborder l'hiver à pH < 10 et de trop agiter à la pompe pendant l'hiver pour éviter le risque de "blanchiment" du milieu et la mort des spirulines.

Si l'hiver est assez doux (> - 8°C) et si le milieu n'est pas carencé, la spiruline peut très bien survivre sous serre et redémarrer aux beaux jours, mais il est prudent d'ombrer tant que la température du bassin reste inférieure à 10 - 15°C. En cours d'hiver il est bon d'agiter de temps à autre au balai pour remettre en suspension et aérer les boues du fond. En fin d'hiver, si tout se passe bien, le milieu de culture se trouve rénové (turbidité très faible, peu ou pas de boues, pH = 10, récoltabilité excellente). Cependant il y a le danger théorique que pendant l'hiver des contaminations puissent se produire (algues étrangères et éventuellement toxiques): faire un test de toxicité avant de recommencer à récolter.

Dans les zones à forte saison des pluies il faut couvrir les bassins. Si ce n'est pas possible, on peut continuer les récoltes en purgeant le milieu de culture, et en rajoutant les sels correspondants, mais cela coûte cher en sels tandis que la récolte risque de ne pas pouvoir se sécher. On peut donc préférer arrêter la production, puis vider et nettoyer à fond les bassins et redémarrer la culture au retour du beau temps.

Il faut toujours conserver une ou plusieurs réserves de semence de bonne qualité, mais a fortiori en cas d'arrêt annuel. La réserve doit être conservée dans un endroit abrité des intempéries, à l'ombre (pas à l'obscurité pendant le jour), à température modérée (20 à 30 °C) et agitée de temps en temps. Elle ne doit être ni trop concentrée ni trop diluée en spiruline (Secchi = 2 à 4 convient). Il faut "repiquer" la culture de réserve, c'est-à-dire démarrer une autre réserve, ensemencée à partir de la première tous les deux à trois mois pour maintenir sa qualité. Nota: une culture, même de réserve, ne doit jamais être fermée de manière étanche: elle a besoin d'air, et un bon moyen de l'apporter est d'agiter par bullage d'air.

En cas d'arrêt prolongé des récoltes sur un bassin en production, il faut l'ombrer en permanence et l'agiter au moins de temps en temps.

A26) Formules d'oligo-éléments

A26-1) Formule de Jacques Falquet, 1997 (Antenna Technologie, Genève) :

Solution concentrée pour faciliter le transport (5 ml contiennent les oligo-éléments d'un kg de spiruline) :

Acide citrique = 100 g / litre Borax = 75 g / litre MnNO3,4 H2O = 45,6 g / litre ZnSO4,7H2O = 35 g / litre CuNO3,3H2O = 9,2 g / litre KCr(SO4)2,12 H2O (alum de chrome) = 5,4 g / litre MoNa2O4,2H2O (Molybdate de sodium) = 3,5 g / litre Co(NO3)2,6H2O = 0,2 g / litre Ni(NO3)2,6H2O = 2,9 g / litre NH4VO3 (monovanadate d'ammonium) = 0,94 g / litre Na2Se2O3,H2O (sélénite de sodium) = 0,2 g / litre Eau distillée = qsp 1 litre

A noter qu'en vieillissant cette solution dégage une odeur nauséabonde de gaz sulfuré (composé du sélénium volatil et toxique).

A26-2) Formule de J.P. Jourdan (sans sélénium, avec supplément de zinc)

ZnSO4,7H2O = 20 g / litre Sel disodique d'EDTA,2H2O = 7 g / litre Acide orthoborique = 5 g / litre MnCl2,4H2O = 2 g / litre CuSO4,5H2O = 0,5 g / litre Alum de chrome = KCr(SO4)2,12 H2O = 0,3 g / litre MoO3 (oxyde molybdène) = 0,1

Eau déminéralisée ou de faible dureté = qsp 1 litre L'oxyde de molybdène doit de préférence être dissout dans l'eau avant emploi, mais il peut être remplacé par le molybdate de sodium (MoNa2O4, 2 H2O) à raison de 0,18 g/l.

La couleur de la solution est bleue. Dose moyenne à utiliser = 25 à 100 ml/kg récolté, selon les autres apports d'oligoéléments; si on ne connaît pas ces autres apports, essayer 50 ml/kg et chercher la meilleure dose par tâtonnements. La dose de 100 ml/kg apporte 500 mg de zinc/kg, ce qui considéré comme souhaitable du point de vue nutritionnel.

A la dose de 50 ml/kg le coût de cette formule est négligeable: environ 0,03 $/kg de spiruline.

Remarque

La composition de la spiruline peut être modifiée dans de larges proportions concernant le fer et les oligoéléments selon ce que les spécialistes préconisent. Certains disent par exemple qu'il y a trop de vitamine B12 dans la spiruline : l'apport de cobalt a donc été supprimé dans la formule. Par contre la dose de zinc a été renforcée.

A27) Plans de séchoirs

A27.1) Séchoir solaire modèle "Bangui"

(version SS4-I.1996) par Michel-André THELER, CH-1958 Uvrier/Sion (Suisse), Tél. (41) 27 203 28 43

Plan simplifié (Monsieur Theler dispose des plans complets) :

Plan simplifie

Description sommaire de l'élément et principe de fonctionnement

Caisse(dimensions 200 x 90 x 25 cm) constituée de:

�

Séchage par circulation d'air chaud au travers de 8 cadres J en moustiquaire plastique (surface utile totale = 1,2 m2) sur lesquels est disposée la biomasse extrudée à sécher.

Chargement à l'aide de 2 châssis K (supportant chacun 4 cadres) introduits lorsque le portillon est ouvert et glissant à l'intérieur du caisson en prenant appui sur deux rails latéraux inclinés.

Productivité par bon ensoleillement : environ 300 g de spiruline sèche/jour.

A27.2) Séchoir solaire à gaz

(modèle "Davougon", version 1996) par Pierre ANCEL, F-95120 Ermont, Tél. 01 30 72 03 57

Cet appareil est construit à partir d'un fût en tôle de 200 litres (diamètre environ 50 cm, hauteur environ 80 cm) propre auquel trois pieds support on été soudés ou boulonnés. A 10 cm au dessus du fond des ouvertures colmatables, protégées par des morceaux de moustiquaire collés, sont aménagées pour permettre l'entrée d'air frais et la régulation de température.

A 20 cm au dessus du fond des cornières métalliques sont soudées ou vissées pour servir de support aux plateaux de séchage. Un couvercle amovible en bois ou en métal protège de la pluie et des insectes tout en permettant la sortie de l'air humide.

Les plateaux sont des cadres en bois munis d'une moustiquaire nylon. Ils sont emplilables (nombre maximum = 5)

Un réchaud à gaz butane (ou un brûleur récupéré sur une gazinière, monté sur support métallique soudé) permet de chauffer le fond du séchoir.

Le séchage peut aussi se faire directement par les gaz de combustion, convenablement dilués pour régler leur température (en jouant sur la hauteur des plateaux par rapport au brûleur), mais à deux conditions:

A27.3) Séchoir solaire à chauffage indirect

conception Claude VILLARD, 8 rue Stéphen Liégeard, F-83400- Hyères, Fax 04.94.57.03.34, spirulinaP@aol.com

Le séchoir est constitué d'un caisson en tôle noire mate portant 5 plateaux amovible (cadre bois + moustiquaire nylon), muni sur un côté de portes permettant le chargement des plateaux. Le caisson est surélevé (pieds ou dénivelée du sol) de manière à pouvoir être alimenté en air chaud par thermosiphon à partir d'un capteur solaire à air à absorbeur en briques cuites, incliné et orienté convenablement selon la latitude du lieu. L'entrée d'air au capteur constitue le point bas du système et elle est protégée par une moustiquaire ; cette entrée doit être placée en un endroit autant que possible à l'abri des poussières et autres polluants, et bien évidemment hors d'eau..

Le caisson est surmonté d'une large cheminée également en tôle noire mate, surmontée d'un chapeau de protection contre la pluie et portant une moustiquaire de protection contre les insectes et feuilles mortes. Cette cheminée assure un tirage suffisant : pour cela sa hauteur doit être proche de celle du caisson.

A28) Projet semi-artisanal de 5 kg/jour

Il nous parait intéressant de résumer ici un projet de 5 kg de spiruline/jour que nous avons eu l'occasion de préparer à la demande d’une entreprise intéressée; il s'adresse à des groupes disposant d'électricité, d'eau courante et de CO2, et disposés à investir suffisamment pour vendre leur production sur le marché international. En climat chaud l'atelier peut fonctionner toute l'année et produire 1,5 tonnes/an ; en climat tempéré, la moitié. Il s'agit encore d'un procédé encore peu mécanisé, utilisant beaucoup de main d'œuvre.

A28.1) Bassins

4 bassins de 3 m x 50 m = 150 m2, sous 2 serres de 8 m de large, à raison de 2 bassins par serre, avec une allée au centre de la serre entre les deux bassins. Agitation par roue à aubes à 4 ou 6 pales bois actionnée par motoréducteur de 250 W (un par bassin). Puisard de vidange à une extrémité, vidange par gravité ou par pompe vide-cave à vortex. Serres aérables et ombrables partiellement, munies de moustiquaires aux deux bouts.

En variante la serre peut être remplacée par un habillage de film tendu sur chaque bassin, prenant appui sur un tube galvanisé reposant sur le muret central. Les bords du film sont enterrés. Dans cette variante l'accès au bassin est limité.

A28.2) Bâtiment

Toutes les manipulations de spiruline se font dans un bâtiment de 70 m2 (pouvant servir de logement au personnel) dont le sous-sol est aménagé en salle de récolte. Au rez-de-chaussée se trouve le séchage-broyage-conditionnement du produit sec, ainsi qu'un petit laboratoire et le magasin de matières premières. Le bâtiment est climatisé, avec ventilation par air filtré. Ceci facilite le port des vêtements de protection en vigueur dans les industries alimentaires. La moitié du toit est construit pour pouvoir servir de capteur solaire sans vitrage (tôle peinte couleur tuiles) pour alimenter le séchoir solaire éventuel. Un auvent abrite ventilateurs, séchoir, aspirateur, compresseur, cuve de carbonatation et cuve d’épuration.

A28.3) Récolte

Le dispositif de récolte est constitué d'une cuve de filtration en ciment, profonde de 60 cm, large de 80 cm et longue de 8 m., aux bords horizontaux garnis d'un joint de caoutchouc, sur lesquels reposent 4 cadres de filtration mobiles. Ces cadres ont des bords de 10 cm de haut et un filet tendu sur le fond. Les toiles de filtration sont simplement posées sur ces cadres. La culture à filtrer vient des bassins par gravité à travers un tamis. Chaque bassin a sa propre tuyauterie d'amenée, munie d'un compteur d'eau permettant de savoir exactement le volume soutiré par bassin. On peut accélérer la filtration en branchant un aspirateur sur la cuve.

Le filtrat est pompé par une pompe vide-cave commandée par flotteur, située dans un regard au point bas de la cuve. La tuyauterie de refoulement, comprenant un clapet anti-retour, traverse le côté de la cuve pour ne pas interférer avec l'étanchéité au vide. Le filtrat est envoyé dans la cuve de carbonatation.

La biomasse égouttée est essorée dans une presse située à proximité de la filtration. Le pressage se fait sur des plateaux à rebords de 2 cm, au fond percé (formant caillebotis). Ces plateaux sont mobiles. La biomasse est enveloppée dans une toile de coton forte doublée à l'intérieur d'une toile nylon fine, formant un "paquet" plat de 5 cm d'épaisseur maximum posé sur un des plateaux, en attendant d'être mise sous presse. Plusieurs plateaux peuvent être empilés pour pressage simultané. La presse peut être à vis ou à poids avec bras de levier.

La biomasse pressée est chargée dans une machine à faire les saucisses (un "poussoir" en inox, à manivelle ou motorisé) et mise en boyau plastique alimentaire de 50 mm de diamètre. Des noeuds en ficelle délimitent la longueur des saucisses qui correspond à celle du pistolet extrudeur (environ 35 cm). Les chapelets de saucisses sont mises au frigo au fur et à mesure de leur fabrication. Une partie de la production peut être sous forme de saucisses plus courtes pour la vente fraîche. En variante, le poussoir, fixé verticalement, sert d’extrudeur de grande dimension, les plateaux de séchage défilant dessous.

Le matériel et le sol sont lavés à l'eau après usage, l'eau étant recueillie dans un puisard au point bas du sous-sol et envoyée à l'égout par un vide-cave à commande par flotteur.

A28.5) Nourriture de la spiruline

A la fin de la récolte on utilise la cuve de filtration pour transférer les sels (pesés au magasin situé juste au-dessus et transférés à la cuve par une chute en PVC) dans la cuve de carbonatation, en utilisant un jet d'eau et la pompe. Cette cuve en ciment, de 4 m2 de section et 3 m de profondeur, surélevée de 1 m. au dessus du sol, est reliée à un tube translucide permettant de connaître le niveau de liquide. Elle est aussi munie de bulleurs permettant l'injection de CO2 au fond. L'injection de CO2 (7 kg/jour) se fait de manière qu'aucune bulle ne sorte en surface (une échelle permet de surveiller cette surface). La durée d'injection peut être de plusieurs heures. Le fait que le CO2 soit dissout en l'absence de lumière favorise le rendement d'absorption, proche de 100 %, en raison de l'absence de dégagement d'oxygène. Le bullage permet aussi de terminer la dissolution des sels et d'homogénéiser la solution.

On arrête la carbonatation quand le pH désiré est atteint (généralement 9,5), et on procède ensuite à la répartition de la solution dans les bassins au prorata du milieu soutiré pour la filtration. Le transfert se fait par gravité. Une deuxième cuve de 12 m3, identique, sert de cuve d’épuration du filtrat par décantation (cf CULTURE - Epuration). Elle peut être exploitée en discontinu ou par lots quotidiens.

A28.6) Séchage

Pour l'extrusion on utilise un pistolet à colle en poches type Sika ("saucisson" en langage Sika Canada) de 600 ml de capacité, actionné par air comprimé. Le chargement du pistolet est instantané grâce au conditionnement de la biomasse en saucisses identiques aux poches de colle. En variante, comme dit en A28.3, le poussoir peut servir d’extrudeur de grande capacité.

La méthode la plus simple, et sans doute la moins chère en investissements, consiste à utiliser les séchoirs électriques Stoeckli; il en faut une douzaine pour sécher les 5 kg/jour, avec une fournée de nuit. Le séchage en étuve électrique demande un peu moins de travail parce que les plateaux sont plus grands. L'étuve peut être couplée à un capteur solaire (en toiture) ou à un déshumidificateur pour économiser l'électricité. Dans ce dernier cas, particulièrement adapté aux climats chauds et humides, le matériel ne doit pas être isolé thermiquement et l'air en circulation doit être refroidi en dessous de 35°C.

Les spaghetti secs sont versés dans un récipient intermédiaire de 100 litres à travers un entonnoir de dimension adaptée à celle des plateaux. Ils sont écrasés au pilon puis broyés et ensachés. Les emballages sont scellés sous vide par une machine du type utilisé pour emballer le fromage en Suisse.

A28.7) Personnel

Ce type de production semi-artisanale convient particulièrement à un couple résidant sur place; il n'y a alors normalement pas besoin de main d'oeuvre extérieure s'il est considéré comme acceptable de réduire la production en cas de maladie ou de congés.

Avec du personnel extérieur salarié, et pour assurer la production nominale tous les jours, il faut au minimum 3 personnes et de préférence 4.

A28.8) Prix de revient

Le programme de calcul (cf Annexe A31) ne s'applique pas à ce type de projet semi¬artisanal.

On peut toutefois l'utiliser comme une première approche, à condition d'ajouter à l'investissement environ 8000 $, ce qui porterait le prix de revient dans des conditions "africaines" à environ 15 $/kg.

A28.9) Conditions humaines pour la réussite du projet

Quelles conditions humaines faut-il réunir pour qu'un petit projet de spiruline réussisse?

1) Il faut qu'une demande solvable de spiruline se soit exprimée dès avant l'initiation du projet, et que le projet ait des perspectives de développement ultérieur, suite à des tests nutritionnels publiés et reconnus, et éventuellement à une campagne de publicité.

2. Il faut que le partenaire local désire fortement le projet et se comporte en vrai "patron", disposant des pouvoirs et des moyens voulus ainsi que du temps matériel pour s'occuper du projet. Il serait bon qu'il visite un projet de spiruline voisin pour qu'il voit bien de quoi il s'agit. Il est très souhaitable qu'il exprime par écrit ses objectifs tant vis-à-vis de ses collaborateurs que de l'ONG soutenant le projet.

3) Il ne faut pas que ce "patron" soit muté ailleurs en cours de projet.

4) Il faut que le responsable technique à former soit capable de comprendre l'intérêt du projet et s'y implique fortement. Pour cela il doit être salarié et assuré correctement (pas "au noir") et travailler à plein temps sur le projet. Il ne doit pas être paresseux. Il doit mettre la main à la pâte, fabriquer ses outils de récolte, former lui-même son équipe et veiller à ce qu'il y ait un bon esprit d'équipe. Il doit être convaincu de l'intérêt à long terme de son nouveau métier d'algoculteur. Il doit aimer manger lui-même de la spiruline et accepter de goûter sa production pour en vérifier la qualité organoleptique. Il faut qu'il soit convaincu de la nécessité de travailler hygiéniquement. Il doit être au courant des prix.

5) Il est important que le responsable fasse lui-même quelques découvertes, ou ait l'impression d'en faire. Il faut donc lui laisser rapidement une certaine autonomie et des moyens (petit labo), tout en l'empêchant de sortir des limites prévues pour le projet (rester réaliste).

6) Il faut de bons moyens de communication avec l'ONG soutenant le projet (au moins fax), et la volonté de s'en servir, et ceci dans les deux sens (équipe locale-ONG et ONG-équipe locale).

7) Il faut que le projet soit raisonnablement protégé des vols et des insurrections.

8) Il faut interdire l'accès du projet à toute personne non autorisée, car l'expérience montre que les bassins sont souvent confondus avec des poubelles (exemples de Nanoro au Burkina et Dapaong au Togo).

9) Le personnel doit accepter de

10) Il faut que des visiteurs de marque viennent voir le projet, mais pas trop souvent.

A29) Check- list pour démarrage de spiruline sur nouveau site

(N.B. Le maximum devra être trouvé sur place ; le reste devra être apporté)

A30) Spiruline humanitaire dans les PVD

(Texte de P. Ancel de mai 2004)

N.B. Le texte ci-dessous reflète l'opinion de son auteur qui a une longue expérience de la culture de spiruline en Afrique. L'auteur du présent Manuel est largement d'accord avec ce texte mais voudrait souligner qu'il vous est toujours possible de "cultivez votre spiruline" vous-même sans les contraintes socio-économiques que souligne à juste titre P. Ancel. Lorsqu'on cultive pour soi-même ou pour sa propre famille ou même ses voisins, il n'est pas obligatoire d'être "rentable" comme dans une entreprise qui doit rémunérer du personnel et présenter un bilan financier positif faute de disparaître. L'avantage de pouvoir consommer sa propre spiruline fraîche est tel que cela vaut bien de ne pas être "rentable". Toutes proportions gardées cela est semblable à la culture dans son propre jardin de variétés goûteuses de tomates, dont on ne saura jamais le prix de revient, mais dont on se souviendra longtemps du plaisir qu'on a eu à les manger !

Spiruline humanitaire dans les PVD: penser au lendemin

Introduction

Lorsque l’on est ONG, vouloir implanter dans les Pays en Voie de Développement des installations de culture de la spiruline est un objectif louable : lutte locale contre la malnutrition, amélioration des défenses immunitaires pour les enfants et les adultes des populations déshéritées, la spiruline, en attendant d’avoir conquis les principales organisations de santé internationales et le monde scientifique souvent sceptiques, n’en a pas moins sur le terrain de très nombreux adeptes, parmi lesquels les organisations de santé locales, les congrégations religieuses, les centres de réhabilitation nutritionnelle, les médecins et infirmiers ayant pu se rendre à l’évidence du « plus » apporté par la spiruline.

Nombreuses sont par conséquent les ONG, petites ou moyennes, à découvrir les mérites étonnants de l’arthrospira platensis, vulgairement la spiruline, puis à vouloir en implanter des cultures locales. Sur le principe de la fourniture des cannes à pêche plutôt que du poisson.

Cependant, lorsque l’on a trouvé un bon partenaire local, construit avec lui quelques bassins et démarré une culture, l’essentiel du travail reste à fournir par l’ONG, ce qu’elle ignore le plus souvent… De quoi s’agit-il ?

Une course d’obstacles…

Pour atteindre le succès, l’ONG rencontrera 3 obstacles majeurs, qu’elle aura lieu de prendre en compte si possible avant le démarrage du projet. Malheureusement, ses efforts sont généralement concentrés en amont de ces obstacles : choix du partenaire, mise en place du projet, conventions, recherche de fonds, constructions, démarrage des cultures absorbent l’essentiel de son énergie… Lorsque les difficultés réelles apparaissent sur le terrain, l’ONG n’est bien souvent pas préparée.

Obstacle 1 : maîtriser la culture

Les techniques de culture de la spiruline sont aujourd’hui bien connues… des spécialistes du domaine ! Lorsque l’ONG débute dans des projets spiruline, il est rare qu’elle ait à sa disposition un de ces spécialistes. Force lui est de débuter grâce aux conseils, écrits ou oraux de ces derniers, ou grâce à quelques connaissances acquises sur des missions antérieures. Citons ainsi l’existence du manuel de culture de spiruline artisanale de Jean Paul Jourdan, celui des Idées Bleues de Giles Planchon, ainsi que l’ouvrage de Ripley Fox : « Spiruline : technique, pratique et promesses ». Enfin, il est possible depuis avril 2004 de venir se former grâce à un cycle de 400 heures au Centre de Formation Agricole de Hyères, qui devrait permettre au débutant d’arriver à une certaine maturité. L’effet trompeur provient du fait que le démarrage d’une culture de spiruline ne pose généralement pas de problème : la souche et le milieu de culture sont neufs, les conditions de développement sont optimales. Cette période favorable, de quelques semaines à quelques mois, correspond généralement à la période de présence des représentants de l’ONG sur place. Ceux-ci repartent alors avec le sentiment de la « mission accomplie ».

Les premières difficultés n’apparaissent en général qu’après le départ de l’ONG et sont accrues par trois facteurs :

Force est de constater que la culture de la spiruline est un art relativement complexe pour le commun des mortels, encore accru par la distance. La difficulté observée, si elle a pu finalement être correctement exprimée, peut avoir plusieurs facteurs croisés. Parmi les problèmes les plus fréquemment posés, citons l’apparition des spirulines droites, spirulines fragmentées, le jaunissement plus ou moins rapide des cultures, les difficultés de filtration, de pressage, l’apparition de goût ou d’odeur désagréable, les éventuelles contaminations par d’autres algues, etc.

A cela, ajoutons que le matériel cédé par l’ONG est parfois mal adapté ou rapidement mis hors service sur le terrain : pH mètres en panne ou mal utilisés, solutions étalons et kits d’analyse périmés, etc., qui rendront plus difficile la mise en évidence des causes, d’autant qu’elles peuvent être nombreuses, liées à des facteurs tels que température, ensoleillement, nourriture, agitation, pH, etc.

Ainsi, contrairement aux idées reçues, le maintien en exploitation d’une unité de culture n’est pas chose facile : il faut expérimenter pendant plusieurs années pour pouvoir repérer rapidement, en arrivant sur un site, grâce à l’intuition et l’observation, le problème de culture. Dans le cas contraire, il faudra tâtonner, redémarrer plusieurs fois les cultures avant d’identifier l’origine des écueils rencontrés.

Obstacle 2 : former du personnel local

1 - Acquérir le savoir-faire…

Lorsque la maîtrise de la culture par l’ONG est acquise, il s’agit alors de transmettre ce savoir à une petite équipe d’exploitation locale. Rappelons qu’il est quasiment indispensable de disposer sur place d’un partenaire sérieux et organisé, de facilités telles que l’eau, l’électricité et le téléphone. Pour les raisons précédentes et pour l’avoir expérimentée nous-même, la spiruline « de brousse », au sein d’une communauté villageoise, telle que souhaitée par certaines ONG, si elle voit le jour ici et là, essuie souvent des échecs. Force nous est de constater que la grande majorité des implantations réussies en Afrique (durée de vie > 5ans) sont pour l’instant le fait de congrégations religieuses locales stables et organisées.

Transférer un savoir-faire ? Tout au plus pourrons-nous transférer un savoir, et attendre, avec la même patience dont nous avons fait preuve pour nous-mêmes, que l’exploitant local atteigne en quelques années ou dépasse même notre art de la culture.

Le transfert de savoir est relativement rapide : de quelques heures à quelques jours suivant les moyens pédagogiques et l’entendement des étudiants. Bien choisir le futur responsable d’exploitation est essentiel : les qualités requises nous semblent à l’expérience les suivantes :

Soulignons que le responsable d’exploitation ne pourra pas être le responsable de l’organisation locale avec laquelle l’ONG a conclu un accord de partenariat, ce dernier, compte-tenu de sa position, étant le plus souvent appelé à d’autres tâches. Le responsable d’exploitation devra quant à lui consacrer la majorité de son temps à la spiruline (voire la totalité pour les exploitations de plus de 3 personnes) : l’évolution rapide de la spiruline n’autorise pas l’absentéisme.

Pour la formation de l’exploitant, on s’appuiera sur les ouvrages existants déjà cités. Cependant, ils ne seront pas exploitables en l’état, car souvent trop riches. Il est nécessaire de rédiger un « mode d’emploi de la ferme » adapté aux conditions particulières du site. A titre d’exemple, le site de Koudougou dispose d’un « manuel » de 8 pages, suffisant pour décrire l’ensemble des procédures de culture (ensemencement, nourriture, mesures et contrôles, problèmes rencontrés, etc.).

Il ne reste plus alors qu’à attendre au cours des années, les coups de fil avec les explications plus ou moins claires de l’exploitant, nombreux durant le premiers mois, puis qui s’espaceront lentement au fil des années. On pourra estimer que le transfert de technologie est assuré lorsqu’il n’y aura pas plus d’un appel au secours annuel…

2 – Apprendre à gérer son entreprise…

Dans le cadre de la formation, la maîtrise de la gestion d’une unité de production de spiruline, qu'elle ait 50 ou 5000 m2, est une étape tout aussi longue à acquérir pour l’exploitant. Par expérience, il nous semble qu’en Afrique, cet aspect est encore plus délicat à aborder, tant sont absentes des préoccupations locales les notions d’organisation, de discipline, d’anticipation, de procédures, de contrat, de comptabilité, pourtant piliers de toute entreprise.

Combien de fois se trouve-t-on à cours de bicarbonate de soude, sans avoir pensé à renouveler le stock… ? Combien de fois le site est-il délaissé pour des funérailles importantes dans le village à côté… ? Pourtant, si le mil peut bien attendre une semaine ou deux avant d’être semé, la spiruline requiert des soins quotidiens si l’on ne veut pas retrouver des bassins jaunâtres après une journée d’absence.

Il faudra là encore quelques années de patience et de conseils pour que, peu à peu, chacun au niveau de l’exploitation se sente responsable, soit efficace, et que tout le monde soit présent à 7 heures le matin…

Finalement, la survie d’une exploitation, petite ou grande, passe par la professionnalisation progressive de l’équipe en place. Même si l’ONG démarre sur une base louable alter mondialiste, force lui sera de reconnaître qu’elle n’échappera pas aux principes universels de l’entreprise.

Ces notions n’empêchent en aucune façon le respect des principes humanitaires et le travail dans la bonne humeur, au contraire. Quelques conseils utiles : Etablir un organigramme de l’exploitation, préciser les tâches de chacun par des « fiches de fonction ». Ceci jettera les bases d’un fonctionnement efficace et évitera bien des confusions. A titre d’exemple, nous donnons ci-après l’organigramme de la ferme Koudougou (Burkina Faso).

-Concentrer la responsabilité de l’exploitation, tant technique que financière, sur une seule et même personne : les décisions doivent être prises en tenant compte de la rapidité de développement de la cyanobactérie : les commandes d’intrants, de sachets, les réparations, et… la remise des salaires, n’attendent pas la décision d’un superviseur éloigné. Elles doivent être prises à chaque instant par le responsable d’exploitation.

Obstacle 3 : pérenniser l’exploitation

Le troisième obstacle peut se résumer ainsi :

Comment financer une exploitation sur 1, 5, 10 ou 20 années?

Solution 1 : Micro-installations (qq dizaines de m2) - coûts d’exploitation pris en charge par le partenaire local ou par l’ONG

Le plus souvent, l’ONG se concentre alors sur la construction et le démarrage de la ferme. Les aspects exploitations, notamment financiers, sont confiés au partenaire local : congrégation religieuse, associations. Ils sont parfois pris en charge sur les premières années par l’ONG elle même. C’est le fonctionnement le plus courant des petites unités de spiruline qui ont été implantées en Afrique : Davougon (Bénin), Nanoro (Burkina Faso), Dapaong (Togo), Puits Bermeau (Niger), Agharous (Niger), Morandave 1ère tranche (Madagascar), Gabon, etc.

Inconvénient : un lent traquenard financier. Au départ, l’ONG, pas plus que le partenaire local, n’a une réelle connaissance des coûts d’exploitation. Pour une petite installation de quelques dizaines de m2, produisant quelques kilogrammes de spiruline par mois, les coûts mensuels, prenant en compte salaires (ne pas oublier les gardiens !), intrants, ensachage, réparations et remplacements, eau, téléphone, électricité, seront de l’ordre de 80 à 150 euros (ordre de grandeur pour l’Afrique), soit entre 50 000 et 100 000 FCFA. Ces coûts, même modérés, sont une charge supplémentaire pour le financeur, dont il n’a pas souvent conscience à l’origine. Ainsi, les coûts d’exploitation d’unités de production dépassent en quelques années le coût de réalisation, ceci d’autant plus rapidement que l’unité sera petite. Finalement, produire de la spiruline sur de petites installations revient toujours plus cher que d’importer de la spiruline industrielle (environ 15 euros le kilo). La solution qui consiste à produire de la spiruline en milieu villageois ou par le biais d’une association locale humanitaire pour réduire le coût est souvent un leurre : personne ne travaille gratuitement sur de longues périodes, et les salaires, minimes au début, rattraperont rapidement les niveaux régionaux, même en brousse. Par contre, l’ONG aura à supporter en plus le manque de moyens logistiques et techniques locaux.

En conclusion, la prise en charge des frais d’exploitation par le partenaire local ou les ONG ne peut concerner que de petites cultures. La production restera limitée à quelques kilogrammes/mois, donc avec un impact humanitaire limité en regard des efforts fournis.

Avantages : faire connaître la spiruline et pouvoir la consommer fraîche. Quoi qu’il en soit, il est souvent intéressant de commencer par ces petites installations, pour « se faire la main », et parce que les coûts d’investissements sont faibles : environ 10 000 euros, si l’on prend en compte les frais de missions, les bassins, un petit bâtiment, l’achat de matériel et des intrants pour un ou deux ans, etc. Il faudra bien entendu clarifier le problème du financement des coûts d’exploitation avant de commencer. Ces installations ont l’avantage de faire connaître la technique de culture de la spiruline, et de permettre la distribution de spiruline fraîche, plus efficace et plus facilement tolérée. On crée ainsi des « noyaux d’intérêt » de la spiruline dans les PVD, propices au démarrage, dans un deuxième temps, de plus grands projets, à objectif d’autofinancement.

Solution 2 : Autofinancer les coûts d’exploitation

Ce principe concerne les installations artisanales de plus grande taille, à l’heure actuelle de quelques centaines de mètres carrés.

On obtient l’autofinancement des coûts d’exploitations en commercialisant une partie de la production (%c). L’autre partie est destinée à la distribution sociale.

Remarques importantes : la part sociale (%s) que peut fournir une exploitation n’est pas un objectif que l’on peut fixer « a priori » mais une conséquence :

du prix de revient de la production Pr

du prix de vente Pv, par la relation : Ps.%s + Pv.%c = Pr (100 + marge d’exploitation)

-----------------------------

%s = Pv.100 - Pr (100 + marge d’exploitation)

Pv - Ps

Exemple :

Comment augmenter le pourcentage social %s?

Les degrés de liberté sont finalement limités :

�

>>> Reste la possibilité d’action sur le prix de revient Pr

�Comment diminuer le prix de revient Pr?

On cherchera bien sûr à rationaliser l’exploitation, en améliorant notamment les techniques de récolte, d’ensachage, en trouvant des intrants moins chers, en diminuant la consommation énergétique (eau, électricité, gaz), etc.

Cependant, le moyen de loin le plus efficace consiste à augmenter la surface de l’exploitation, afin de bénéficier de l’effet d’échelle.

Ainsi, on pourra :

Prix de revient spiruline

A titre d’exemple, le graphique suivant donne l’ordre de grandeur des prix de revient sur différentes exploitations africaines.

PR exploitations

Inconvénients de l’exploitation autofinancée : cette solution n’est envisageable que pour des installations de taille moyenne : le point mort de rentabilité en Afrique (mais certainement aussi dans d’autres PVD) se situe à environ 400 m2. Réaliser plus petit conduit à un prix de revient de la spiruline le plus souvent incompatible avec le marché international. Le coût d’investissement sur ce continent étant de l’ordre de 15 000 Euros les 100m2 (bâtiments compris), on voit que l’on peut difficilement prétendre à l’autosuffisance de l’exploitation si l’on ne dispose pas d’un minimum de 60 000 à 100 000 Euros, ce qui n’est pas à la portée de toutes les ONG ! Il faut alors demander un financement extérieur à des bailleurs de fonds institutionnels, ce qui est long et demande une certaine expérience.

Par ailleurs, les projets « moyens » nécessitent une solide connaissance de la culture de spiruline, une certaine rigueur dans l’organisation et la gestion, etc. On imagine que « rater » un projet de grande taille aura un impact considérablement plus large que si l’on avait échoué dans la culture de petits bassins…

Avantages : s’attaquer à la malnutrition à grande échelle. Créer une véritable richesse locale

La ferme de culture autofinancée, une fois son équilibre atteint, possède bien des avantages :

�

Conclusion :

Que les conseils ci-dessus, qui font parfois apparaître une réalité douloureuse, ne découragent pas les ONG débutantes. Il y a, avec la spiruline, une demande énorme dans les pays en voie de développement, partout où sévit la malnutrition. Son succès est dû à ses qualités nutritives remarquables, qui en fait le complément inégalé d’une alimentation pauvre. Il faut avoir été soi-même en situation de malnutrition dans ces pays pour se rendre compte de l’importance que peut prendre un flacon de spiruline dans son bagage, que l’on oubliera pourtant dans un placard une fois rentré chez soi. C’est la raison pour laquelle, quelles que soient les difficultés, la spiruline devrait peu à peu s’implanter dans les années à venir dans la plupart des pays africains.

A31) Adoucissement de l'eau trop dure

Lorsque l'eau contient trop de Ca ou Mg par rapport aux besoins de la spiruline, on peut soit ajouter au bassin plus de phosphate (qui va précipiter avec le Ca ou le Mg), soit passer l'eau sur un adoucisseur classique à résine échangeuse d'ion (mais on rejettera de l'eau contenant des chlorures, donc pollution), soit traiter l'eau dans une cuve avec des réactifs qui vont précipiter des carbonates insolubles (et non polluants pour l'environnement).

Pour ce dernier cas, on a le choix des réactifs :

A vous de choisir, sachant que si le Ca est sous forme chlorure, seul le carbonate sera actif.

NB 1 : Le Mg suit le même sort.

NB 2 : il est fortement déconseillé de stocker l'eau épurée à la lumière car il y a risque de développement de microorganismes toxiques.

Bibliographie

N.B. Cette bibliographie n'a pas de caractère exhaustif, mais donne seulement la liste des articles ou ouvrages que nous ont été les plus utiles:

Achard M.A. (1994) "Etude et modélisation du transfert de CO2 dans les photobioréacteurs. Application à l'étude de la limitation par la source de carbone chez S. platensis", D.E.A. Université Blaise Pascal, Laboratoire de Génie Chimique Biologique.

Ayala F.A. et Benavente R.B. (1982) "An improved cheap culture medium for the blue-green microalga Spirulina", European J. of Appl. Microbiology and Biotechnology, 15, 198-199.

Becker E.W. (1995) "Microalgae, biotechnology and microbiology", Cambridge University Press.

Becker E.W. et Venkataraman L.V. (1982) "Biotechnology and exploitation of algae, the Indian approach"

Bulletin de l'Institut Océanographique de Monaco (1993), Numéro spécial 12: "Spiruline, algue de vie".

Bucaille P. "Intérêt et efficacité de l'algue spiruline dans l'alimentation des enfants présentant une malnutrition protéino-énergétique en milieu tropical". Thèse de doctorat, Université Paul Sabatier Toulouse III, 10/10/1990.

Busson F. (1971) "Spirulina platensis (Gom.) Geitler et Spirulina geitleri J. de Toni, cyanophycées alimentaires", Service de Santé, Parc du Pharo, Marseille.

Challem J.J. (1981) "La spiruline, apprenez à la connaitre dans l'intérêt de votre santé" Editions Générales de Diététique, 74108-Ville-la-Grand.

Chouard Ph., Michel H. et Simon M.F. (1977) "Bilan thermique d'une maison solaire"

Ciferri O. (1983) "Spirulina, the edible microorganism", Microbiological Reviews, 47, 551-578.

Cooper P.I. (1981) "The effect of inclination on the heat loss from flat plate solar collectors", Solar Energy, Vol. 27, N°5, pages 413-420.

Cornet J.F. (1992) "Etude cinétique et énergétique d'un photobioréacteur" Thèse de doctorat, Université de Paris-Sud Centre d'Orsay, 27/02/1992.

Consiglio Nazionale delle Ricerche, Atti del convegno "Prospettive della coltura di spirulina in Italia", Firenze, 20-21/11/1980.

Consiglio Nazionale delle Ricerche (1987), IPRA Monografia N° 17 "Biotecnologie per la produzione di spirulina".

Desikachary T.V. (1959) "Cyanophyta", Indian Coucil of Agricultural Research, New Delhi, Inde.

Dillon J.C., Anh Phan Phuc et Dubacq J.P. (1995) "Nutritional value of alga spirulina", Plants in Human Nutrition, World Rev. Nutr. Diet., (Karger, Basel), 77, 32-46.

Dupire J. (1998) "Objectif : Malnutrition", Editions Similia, Paris

Durand-Chastel H. et Clément G. (1972) "Spirulina algae: food for tomorrow", Proc. 9th int. Congr. Nutrition, Mexico (Karger, Basel), 3, 85-90.

Fox R.D. (1986) "Algoculture: la spirulina, un espoir pour le monde de la faim", Edisud, Aix-en-Provence

Fox R.D. (1996) "Spirulina, production & potential", Edisud, Aix-en-Provence

Fox R.D. (1999) "Spiruline, Technique pratique et promesse", Edisud, Aix-en-Provence

Falquet Jacques (1996) "Spiruline, Aspects nutritionnels", Antenna Technologie, Genève.

Flamant Vert (1988) "Produire de la spiruline en systèmes autonomes", Editions de la Tempresse , Eaux-Vives, Suisse

Frappier R. (1992) "La spiruline, un aliment précieux pour la santé", Les Editions Asclépiades Inc., Montréal.

Farrar W.V. (1966) "Tecuitlatl: a glimpse of Aztec food technology", Nature, 211, 341¬342.

Funteu F. "Effet des facteurs de l'environnement sur le métabolisme lipidique et activités biologiques des substances lipophiles chez une cyanobactérie filamenteuse, Spirulina platensis", I.N.R.A. Paris-Grignon, 18/09/1996. Gilles R. (1976), Promoclim A, N° spécial "Les piscines de plein air" (page 269), SEDIT, Paris

Guérin-Dumartrait E. et Moyse A. (1976) "Caractéristiques biologiques des spirulines", Ann. Nutr. Aliment. 30, 489-496.

Henrikson R. (1994 et 1997) "Earth food Spirulina, How this remarkable blue-green algae can transform your health and our planet", Ronore Enterprises Inc., U.S.A.

Henrikson R. (1994) "Spirulina, superalimento del futuro", Ediciones Urano, Barcelone.

Iltis A. (1974) "Le phytoplancton des eaux natronées du Kanem (Tchad), influence de la teneur en sels dissouts sur le peuplement algal", thèse de doctorat, Université de Paris VI.

Jeeji Bai N.and Seshadri C.V. (1988) "Small scale culture of Spirulina (Arthrospira) as a food supplement for rural household - technology development and transfer", Arch. Hydrobiol. Suppl. 80, 1-4, 565-572

Jourdan J.P. (1993) "Solarium spirulina farm in the Atacama desert (North Chile)", Bulletin de l'Institut océanographique, Monaco, N° spécial 12.

Jourdan J.P. (1993) "Survival type production of spirulina", 6th International conference on applied algology, Ceske Budejovice.

Jourdan J.P. (1996) "Sugar as a source of carbon for spirulina (Arthrospira platensis) culture", International symposium on Cyanobacterial biotechnology", Bharathidasan University, Tiruchirapalli, Inde.

Kohl A.L. et Riesenfeld F.C. (1960) "Gas Purification", McGraw-Hill Book Co.

Lembi Carole A. & Wanlands J. Robert (1989) in "Algae and Human Affairs", Cambridge University Press, page 191

Manen J.-F. et Falquet J. "The cpcB--cpcA locus as a tool for the genetic characterization of the genus Arthrospira (Cyanobacteria): evidence for horizontal transfer " in International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology (2002), 52, 861-867

Manoharan R. "Improvement of bioavailable iron in Spirulina fusiformis", Spirulina ETTA National Symposium, MCRC, Madras (1992), p. 98

MELISSA (1996) "Final report for 1995 activity", Agence Spatiale Européenne, Noordwijk, Hollande

MELISSA (1997) "Final report for 1996 activity", Agence Spatiale Européenne, Noordwijk, Hollande

Michka (1992) "La spiruline, une algue pour l'Homme et la Planète", Georg Editeur SA, Genève.

MCRC (1993) "Large scale nutritional supplementation with spirulina alga", Final project report, Department of Biotechnology, Ministry of Science and Technology, New Delhi, Inde.

Montenegro Ferraz C.A., Aquarone E., Florenzano G., Balloni W. et Tredici M. "Utilizaçao de sub-produtos da industria alcooleira na obtençao de biomassa de spirulina maxima, Parte I - emprego do anidrido carbonico".

Paniagua-Michel J., Dujardin E. et Sironval C. (1993) "Le Tecuitlal, concentré de spirulines source de protéines comestibles chez les Aztèques", Cahiers de l'Agriculture 1993; 2, 283-287.

Puyfoulhoux G., Rouanet J-M., Besançon P.,Baroux B., Baccou J-C.,Caporiccio B. (2001) "Iron availability from iron-fortified spirulina by an in-vitro digestion/Caco-2 cell culture model", J. Agric. Food Chem., Vol 49, Issue 3, pp 1625-29

Saury A. (1982) "Les algues, source de vie", Editions Dangles, 45800 Saint Jean de Braye.

Seshadri C.V. et Jeeji Bai N. (1992) "Spirulina ETTA national symposium", MCRC, Madras, Inde.

Tomaselli L., Giovanetti L., Pushparaj B. et Torzillo G. (1987) "Biotecnologie per la produzione di spirulina", IPRA, Monografia 17 (page 21)

Venkataraman L.V. (1993) "Spirulina in India", Proc. National Seminary Cyanobacterial Research-Indian Scene, NFMC, BARD, Tiruchirapalli, Inde.

Vonshak A. (1997) "Spirulina platensis (Arthrospira): Physiology, Cell-biology, and Biotechnology", Taylor and Francis

Warr S.R.C., Reed R.H., Chudek J.A., Foster R. et Stewart W.D.P. (1985) "Osmotic adjustment in Spirulina platensis", Planta 163, 424-429.

Willcock C. (1974) "La grande faille d'Afrique", Editions Time-Life, Amsterdam

Zarrouk C. "Contribution à l'étude d'une cyanophycée: influence de divers facteurs physiques et chimiques sur la croissance et la photosynthèse de Spirulina maxima (Setch et Gardner) Geitler", Thèse de doctorat, Faculté des Sciences de l'Université de Paris, 06/12/1966.